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Les brachions

samedi 5 avril 2014, par subaq

La culture des brachions par Jérôme Seyer

Biologie et techniques de cultures industrielles

La production de nourriture vivante de petite taille et en quantité suffisante à toujours été une préoccupation des killiphiles. Pendant longtemps l’élevage des artemia salina et des infusoires a été la solution pour les petits alevins. Cependant la raréfaction des artemia salina et la flambée des prix rend la recherche de solutions alternatives particulièrement intéressante et ce d’autant que nous pouvons actuellement profiter des recherches faites pour l’aquaculture. Depuis quelques années, des killiphiles et des aquariophiles marins ce sont lancés avec succès dans l’aventure. C’est le cas en particulier de Jérôme Détienne qui utilise l’élevage de Brachionus plicatilis pour ses épiplatys annulatus et ses hippocampes. C’est grâce à son expérience que nous nous sommes intéressés à ces techniques afin d’essayer de les optimiser en appliquant les techniques de l’industrie à l’aquariophilie.

Dans les années cinquante et soixante brachionus plicatilis a été identifié comme un parasite des élevages d’anguilles. Les chercheurs japonais se sont bientôt rendus compte que ce rotifère pourrait être employé comme nourriture vivante pour les premières étapes larvaires des poissons marins.

Vingt-cinq ans après la première utilisation de rotifères dans l’alimentation des alevins, plusieurs techniques de culture intensive de rotifères sont utilisées dans le monde entier. La disponibilité de grandes quantités de cette source d’alimentation vivante a contribué à la production de plus de 60 espèce poissons de mer et 18 espèce de crustacés.

À notre connaissance, les populations sauvages de rotifères sont seulement récoltées dans une région en Chine, la saline de Baie Bohai où Brachionus plicatilis est utilisé dans les élevages locaux de Penaeus chinensis. Le succès des cultures de rotifères est en rapport avec leur tolérance à des conditions environnementales variées et a un taux de reproduction élevé. Leur petite taille et leur nage lente en font une proie appropriée pour les larves de poisson qui viennent de résorber leur vitellus, mais qui sont incapables d’ingérer des nauplii d’artémias encore trop grands.

Le plus grand intérêt de la culture des rotifères réside dans la possibilité d’élever ces animaux à de très haute densité et donc dans de petits volumes. Même dans ce cas, ces animaux se reproduisent rapidement et peuvent ainsi constituer de grandes quantités de nourriture vivante.

1. Morphologie

Environ 1800 d’espèces de rotifères ont été décrites, dont 90 % peuplent des habitats d’eau douce. Ils appartiennent aux plus petits EUMETAZOAIRES, section des ARTHIOZOAIRES, sous section des PSEUDOCOELOMATES (comme les Némathelminthes ou vers ronds). Ils dépassent rarement 2 mm de longueur. Les mâles sont plus petits que des femelles et certains ne dépassent pas 60 µm.

Le corps de toute ces espèce contient un nombre constant de cellules, l’espèce Brachionus contient environ 1000 cellules qui ne doivent pas être considérées comme des identités simples, mais comme un secteur de plasma. La croissance de l’animal est assurée par l’augmentation de plasma et non par la division de cellule.


Figure 1.
Brachionus plicatilis, mâle et femelle ( d’après Koste 1981)

L’épiderme est formé d’une couche dense recouverte de kératine appelée la lorica. La forme de la lorica et le profil des épines permet la détermination de l’espèce et du morphotype. Le corps du rotifère est constitué de trois parties distinctes : la tête, le tronc et le pied. La tête porte l’organe rotatoire, la corona (couronne) qui est facilement reconnu par son anneau de cils et qui est à l’origine du nom. Cette corona escamotable assure la locomotion et les mouvements d’eau qui facilitent l’assimilation de petites particules d’alimentation (principalement des algues et le détritus).

Le tronc contient le système digestif, le système excrétoire et les organes génitaux. Un organe caractéristique des rotifères est le mastax, appareil buccal calcifié, qui est très efficace dans la mastication des particules ingérées.
Le pied est une sorte d’anneau rétractile, sans segmentation se terminant par un à quatre orteils.

2. Biologie

À 25°C la durée de la vie des rotifères est de 3.4 à 4.4 jours. Généralement, les larves deviennent l’adulte après 0.5 à 1.5 jours, les femelles produisent des œufs toutes les quatre heures. On croit que les femelles peuvent produire dix générations durant leur vie. L’activité de reproduction de Brachionus dépend de la température de l’environnement.

Figure 2.

Parthénogenèse et reproduction sexuée de Brachionus plicatilis(d’après Hoff et Shell 1987)

Le cycle de vie de Brachionus plicatilis est constitué de deux modes de reproduction (fig. 2.). Pendant la parthénogenèse les femelles amitotiques produisent des œufs amitotiques (diploïde=2n des chromosomes) qui se développent et éclosent. Dans des conditions environnementales spécifiques les femelles passent à une reproduction sexuée plus compliquée aboutissant à des femelles mitotiques et amitotiques.

Bien que tous les deux ne soient pas distinguables morphologiquement, les femelles mitotiques produisent des œufs haploïdes (n chromosomes). L’éclosion de ces œufs mitotique non fertilisés donne des mâles haploïdes. Ces mâles sont environ quatre fois plus petits que les femelles et ils n’ont ni système digestif ni vessie, mais un testicule surdimensionné rempli de gamètes.

les œufs mitotiques qui produirons des mâles sont significativement plus petits, tandis que les œufs mitotiques fertilisés sont plus grands et ont une couche extérieure épaisse et faiblement granulée. Il s’agit d’œufs de subsistance qui écloront dans des conditions environnementales spécifiques et donneront des femelles amitotiques. Ces conditions environnementales peuvent être le résultat de changements des conditions météorologiques, d’alternances dans la température ou la salinité ou le changement des conditions d’alimentation. La densité de la population de rotifères joue aussi un rôle important dans la détermination du mode de reproduction.

Bien que le mécanisme ne soit pas complètement connu, il est généralement admis que la production d’œufs de subsistance est une adaptation à des conditions environnementales défavorables comme la sécheresse ou le froid.

Il est évident que pour les cultures, la reproduction sexuée doit être évitée puisqu’elle est lente et que les œufs de subsistance doivent éclore tandis que les femelles mitotiques meurent généralement aboutissant à un épuisement soudain de la culture.


3. Différences morphologiques

Seulement quelques espèces de rotifères appartenant au genre Brachionus sont employées en aquaculture. L’espèce la plus employée est Brachionus plicatilis, un habitant cosmopolite des eaux salines intérieures et des eaux saumâtres côtières. Sa lorica mesure de 100 à 340µm et possède 6 épines occipitales fines.

En aquaculture, une classification simple est employée, basée sur deux morphotypes différents. On distingue : Brachionus rotundiformis ou petit rotifères (type S) et Brachionus plicatilis ou grand rotifères (type L). Les différences entre ces deux types peuvent clairement être distinguées : la longueur de la lorica du Type L est de 130 à 340 µm , celle du Type S est de100 à 210 µm . De plus, le lorica du Type S porte des épines fines érigées, tandis que le Type L a de petites épines mousses et plus petites (fig. 3.).


Figure 3.
Brachionus rotundiformis (Type S) et Brachionus plicatilis (Type L) (Fu et col 1991)

En aquaculture tropicale, le Type S est préféré pour l’ alimentation des alevins à petite bouche.
Les morphotypes S et L diffèrent aussi dans leur température de croissance optimale. Le Type S a une croissance optimale à 28-35 °C, tandis que le Type L atteint sa croissance optimale à 22-28 °C. Cette particularité permet, en montant ou en abaissant la température de culture de sélectionner le morphotype désiré.
Il faut souligner que, des variations importantes dans la taille peuvent survenir en fonction du niveau de salinité ou du régime diététique. C’est ainsi que les rotifères nourris de levure du boulanger sont d’habitude plus grand que ceux qui sont nourris d’algues vivantes.

4. Principales techniques industrielles de culture

Dans l’industrie aquacole, l’élevage intensif de rotifères ce fait en intérieur. Plusieurs techniques de production et d’alimentation des rotifères sont utilisées. Dans quelques cas, l’alimentation algale est complètement remplacée par des régimes de substitution.

4.1 Culture de sauvegarde des Rotifères

La production grands volumes de rotifères, implique toujours des risques de mortalité soudaine de la population. Des causes techniques ou humaines mais aussi la contamination par des agents pathogènes ou des organismes filtreurs compétitifs expliquent ces échecs. Pour réduire au minimum ce risque, des petites cultures de sauvegarde sont généralement maintenues dans une pièce isolée pour empêcher la contamination. Ces cultures de sauvegarde doivent être capables de produire de grandes populations le plus rapidement possibles.

Les rotifères peuvent provenir de souches sauvages, d’instituts de recherches ou d’élevages commerciaux. Avant l’utilisation dans le cycle de production l’inoculum doit être désinfecté. La désinfection la plus efficace consiste à tuer les rotifères, mais pas les œufs, avec un cocktail d’antibiotiques ou un désinfectant. Les œufs sont séparés des cadavres sur un tamis de 50 µm et incubés pour l’éclosion. Le résultat est employé pour ensemencer les cultures.

Figure 4.
Cultures de réserve dans des tubes de centrifugeuse ( Université de Gent).

Au Laboratoire d’Aquaculture de l’université de Gent les cultures de sauvegarde des rotifères sont enfermées une pièce climatisée (28°C ± 1°C). Les tubes coniques de centrifugeuse (50 ml) sont stérilisés et disposés sur un plateau tournant (4 tr/min). Durant chaque rotation l’eau est mélangée avec l’air contenu dans le tube (± 8 ml), fournissant assez d’oxygène aux rotifères (fig. 3.4.). Les tubes sont exposés à la lumière de deux tubes fluorescents à une distance de 20 cm (3000 lux).

Le milieu (eau de mer diluée) à une salinité de 25 pour 1000 est aéré, filtré et désinfecté avec 5 ppm Na O Cl.

L’inoculation des tubes est faite avec une densité initiale de 2 rotifères/ml-1. L’alimentation consiste en des algues marines Chlorella concentrées par centrifugation. Le concentré algal est stocké à 4°C dans un réfrigérateur. Chaque jour le concentré d’algal est homogénéisé par agitation et 200 ml sont ajoutés à chacun des tubes..

Après une semaine la densité rotifère a augmenté de 2 à 200 individus/ml-1. Les rotifères sont rincés, une petite partie est employée pour la maintenance de la culture.

4.2 Des cultures de sauvegarde aux cultures de démarrage

La concentration des rotifères se fait dans des récipients de 500 ml placé à 2 cm de tubes fluorescents (5000 lux). La température dans les récipients ne doit pas être supérieure à 30°C. La densité est de 50 rotifères/ml-1 et ils sont alimentés par 400 ml d’algues récemment récoltées. Environ 50 ml d’algues sont ajoutés chaque jour. En 3 jours la concentration rotifère peut augmenter à 200 rotifères/ml-1. Pendant cette période courte aucune aération n’est appliquée.

Une fois que les rotifères ont atteint une densité de 200-300 individus/ml-1 Ils sont rincés sur un filtre submergé double. La taille de maille supérieure (200 µm) conserve des grandes particules superflues, tandis que le tamis inférieur (50 µm) retient les rotifères.

Les rotifères concentrés sont alors distribués dans plusieurs bouteilles de 15 l remplies de 2l d’eau à une densité de 50 individus/ml-1. On ajoute une aération douce. Pour éviter la contamination l’air doit être filtré. Des algues fraîches sont fournies quotidiennement. Tous les deux jours les cultures sont nettoyées (double filtration). Après l’addition d’algues pendant environ une semaine, les bouteilles de 15 l sont pleines et peuvent être employées pour l’ensemencement de cultures de production.

4.3 Culture avec algues

Les micro algues marines sont le meilleur régime pour les rotifères et un très haut rendement peut être obtenu si des algues sont disponibles en quantité suffisante. Malheureusement dans la plupart des cas il n’est pas possible de faire face à la capacité de filtration rapide du rotifère qui exige des productions continues d’algues.
Ces techniques de culture utilisent des grands réservoirs jusqu’à plus de 50 m3 ou des méthodes intensives (l’utilisation de réservoirs avec un volume de 200-2000 l.

4.4 Culture avec algues et levure

La levure du boulanger peut compléter l’alimentation. Les algues ont une haute valeur nutritive, une flottabilité excellente et ne polluent pas l’eau et elles sont employés préférentiellement, non seulement comme alimentation, mais aussi comme des conditionneurs d’eau et des agents bactériostatiques.

Contrairement aux européens, les japonais ont développé de grands systèmes de culture (10 à 200 tonnes) et de grandes quantités de rotifères sont produit quotidiennement en utilisant des algues (4-40 m3) complétées par de la levure (1-6 kg).
La production en série sur des algues et la levure est réalisée dans un système de culture semi-continu.

4.5 Culture avec levure

La levure de boulanger est de petite taille et possède une haute teneur en protéine. C’est un régime acceptable pour les Brachions. Les premiers essais pour remplacer le régime naturel complet des rotifères par la levure du boulanger ont rencontré des succès variables. On doit expliquer la raison des échecs par la pauvre digestibilité de la levure qui exige la présence de bactéries pour la digestion. De plus, la levure doit être complétée avec des acides gras essentiels et des vitamines pour convenir aux exigences larvaires des organismes de prédateur. Des huiles de poisson émulsionnées peuvent être ajoutées à la levure ou administrées directement dans le réservoir des rotifères. Le meilleur résultat a été obtenu avec de l’huile de foie de poisson qui apporte les acides gras essentiels (n-3) dans la culture.

4.6 Cultures avec régimes artificiels

Le nutriment artificiel fréquemment employé dans la culture rotifère est (Selco® ) disponible sous une forme sèche. Il a été proposé comme substitut des micro algues vivantes et garantit en même temps l’incorporation des hauts niveaux d’acides gras et des vitamines dans les rotifères. Ses caractéristiques physiques sont optimales pour l’assimilation par rotifères : la particule a une taille de 7 µm, et restes en suspension dans la colonne. L’aliment doit être mis en suspension dans l’eau avant utilisation, ce qui facilite d’une part l’alimentation automatique, mais exige d’autre part l’utilisation d’aération et de réfrigération du mélange. La procédure de culture standard suivante a été développée et évaluée sur des réservoirs de 100 litres.

Les réservoirs de 100 l sont en polyéthylènes avec des parois lisses sombres (poubelles). Le milieu de culture est de l’eau de mer diluée 25 pour 1000 maintenu à 25°C. Aucun renouvellement d’eau n’est fait. Les diffuseurs d’air sont installés quelques cm au-dessus du fond de cône du réservoir pour permettre la sédimentation et le l’aspiration des particules superflues. Les aliments agglomérés sont pris au piège dans les pièces de tissu suspendues dans la colonne d’eau, ou dans un filtre rempli d’éponges alimenté par un exhausteur (fig. 5.).

Figure 5 . L’exhausteur fait passer l’eau aérée sur le filtre d’éponge pour prendre au piège les flocons de nourriture. Les rotifères traversent indemnes

En outre, tous les efforts sont faits pour maintenir une bonne qualité d’eau avec le moins d’alimentation en surplus. Ceci est réalisé en employant une densité de départ de 200 rotifères/ml-1 et en distribuant de petites quantités d’aliments par intervalles horaires. En appliquant cette stratégie, un régime d’alimentation optimisé est développé en fonction de densité rotifère et du développement de la culture. Ce protocole développé pour le type L et doit être légèrement adapté (moins d’alimentation) pour le type S.

Figure 6.
Alimentation réfrigérée distribuée dans les réservoirs individuels

En utilisant cette technique de culture standard, un doublement de la population est réalisé tous les deux jours, atteignant une densité de 600 rotifères/ml-1 après quatre jours seulement. Des précautions hygiéniques doivent être prises pour éviter les contaminations entre les différentes cultures.
Tout le matériel employé doit être désinfecté dans des bains d’eau avec du Na O Cl, du H Cl ou d’autres désinfectants. Après chaque cycle de production (4 jours) les réservoirs, les diffuseurs d’air et le tuyau doivent être désinfectés à fond. Pour éviter des accidents on recommande la désinfection totale du système chaque mois.
Lorsque des pompes péristaltiques ne sont pas disponibles, il est possible de fractionner la nourriture.

4.7 La récolte des Rotifères

La récolte à petite échelle de rotifères est d’habitude exécutée en siphonnant le contenu du réservoir de culture dans des filtres dont la maille à une taille de 50-70 µm. Si celle-ci doit être exécutée dans des filtres immergés, sinon les dégâts sont importants pour les rotifères. Pour ce faire, un concentrateur est très utile (figure 7.). L’aération pendant la concentration ne lésera pas les animaux, mais elle ne doit pas être trop forte pour éviter de boucher le filtre avec les rotifères.

Figure 7. Concentrateur pour rincer la récolte de rotifères

4.8 Cultures à haute densité

Les scientifiques japonais ont utilisé des techniques de cultures à très haute densité. La dernière, à ultra haute densité est basée sur l’utilisation d’algues (Chlorella d’eau douce) concentrées pour l’alimentation. Dans cette technique, la qualité de l’eau est le facteur limitant (hautes concentrations d’ammonium) un système spécial est employé pour baisser le pH et réduire la toxicité d’ammoniac libre.

Les derniers progrès dans ce secteur ont été réalisés avec l’utilisation d’un régime artificiel performant et d’un système de circuit fermé. Ce système intègre un filtre dénitrificateur. C’est une adaptation de ce système adapté à l’aquariologie que nous vous proposerons dans la deuxième partie de cet article.

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